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Sep 16, 2023

Biosynthèse hétérologue de mogrosides chez le concombre et la tomate par manipulation génétique

Volume Biologie des communications

Communications Biology volume 6, Article number: 191 (2023) Citer cet article

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Les mogrosides sont largement utilisés comme édulcorants naturels sans calorie de grande valeur qui présentent un éventail d'activités biologiques et permettent la sélection d'arômes végétaux par la biotechnologie moléculaire moderne. Dans cette étude, nous avons développé une stratégie d'empilement de gènes basée sur la fusion pour l'empilement de transgènes et un vecteur multigène hébergeant 6 gènes de biosynthèse de mogrosides et l'avons transformé en Cucumis sativus et Lycopersicon esculentum. Ici, nous montrons que le concombre transgénique peut produire du mogroside V et du siamenoside I à 587 ng/g FW et 113 ng/g FW, respectivement, et des tomates transgéniques cultivées avec du mogroside III. Cette étude fournit une stratégie pour l'amélioration de la saveur des légumes, ouvrant la voie à la biosynthèse hétérologue des mogrosides.

La préférence pour la saveur des aliments imprègne toute l'histoire de l'évolution de l'homme, et cette préférence a parfois été plus élevée que les besoins nutritionnels humains. Les saveurs ont joué un rôle central dans les préférences alimentaires, et le goût procurait une sensation de plaisir, ce qui a des implications importantes pour l'amélioration de l'appétit, la digestion et l'augmentation du taux d'utilisation des nutriments1. De plus, les humains ont déjà commencé à améliorer les saveurs des légumes et des fruits, ce qui a finalement conduit à orienter les dépenses alimentaires et à améliorer la santé humaine2. Au cours du dernier demi-siècle, l'objectif de sélection d'une productivité élevée des cultures a indirectement causé une réduction de la saveur et des nutriments3. En raison du lien génétique, les caractères de qualité semblent être négativement liés au rendement, et la saveur souhaitable, le rendement élevé et la qualité élevée sont des caractères complexes contrôlés par plusieurs gènes4. En général, par conséquent, la sélection végétale pour l'amélioration de la saveur reste un défi majeur sur la base du rendement élevé et de la bonne qualité. Depuis 1983, les progrès majeurs de la biotechnologie transgénique ont permis de simplifier et de rendre plus réalisable la sélection pour améliorer la saveur et la qualité nutritionnelle5. Comme cela a été montré précédemment, il y a une absence évidente de composés volatils associés à la saveur dans les cultivars de tomates commerciaux modernes. Par conséquent, les scientifiques ont modifié les plants de tomates de sorte que les fruits présentent une saveur de citron et un arôme de rose via l'expression de l'Ocimum basilicum geraniol synthase6. De plus, TomLoxC a été largement reconnu pour affecter la saveur des fruits de la tomate en catalysant la biosynthèse volatile C5 et C6 dérivée des lipides7. De plus, des recherches antérieures ont indiqué que la transformation du gène VpVAN régulant la biosynthèse de la vanilline a modifié la saveur unique du poivre8. De toute évidence, la sélection végétale impliquant des transgènes homologues ou hétérologues associés à la saveur est devenue un sujet de recherche populaire susceptible de se poursuivre dans le futur.

La préférence pour le sucré est une sorte d'instinct humain, et le sucré a été décrit comme un plaisir hédonique fondamental9. Les aliments sucrés contenant du sucre comme ingrédient essentiel ont considérablement augmenté l'obésité, le diabète et les maladies cardiovasculaires dans tous les groupes d'âge dans le monde10 ; il est donc nécessaire d'explorer les édulcorants sans sucre à utiliser dans les régimes alimentaires quotidiens. De même, les scientifiques ont transformé des protéines au goût sucré en concombre11, tomate12,13, fraise14, poire15 et laitue13,16 pour la sélection de cultures au goût sucré. Cependant, les protéines sucrées étaient généralement limitées par un prix élevé, un approvisionnement insuffisant, un goût médiocre et une durée de conservation et une stabilité courtes17. En 1983, le mogroside V, un édulcorant sans sucre isolé du fruit unique de Siraitia grosvenorii (Cucurbitaceae; Luo-han-guo ou fruit du moine), a été découvert en Chine18,19,20 et a été approuvé par la FDA en 2010. En règle générale, les mogrosides sont divisés en plusieurs composants sucrés, tels que le mogroside III, le siamenoside I et le mogroside V. La douceur des mogrosides diffère en fonction du nombre de glycoses. sites d'ylation et de glycosylation21. Le grand avantage du mogroside V est sa superbe saveur par rapport à celle des stéviosides, du rubusoside et de la glycyrrhizine, qui sont normalement légèrement amères et sucrées22,23. Fait intéressant, cet édulcorant naturel aux effets antiglycation24 a un pouvoir sucrant élevé, a une faible teneur en calories et est non toxique ; sa douceur est environ 300 fois supérieure à celle du saccharose25,26 ; et son historique d'utilisation médicinale est supérieur à 300 ans27. Les mogrosides ont été approuvés et utilisés par toutes sortes de marques reconnues au pays et à l'étranger, et ils ont été appliqués dans plus de 4 300 produits dans le monde entier à la fin du mois de septembre 2019. En Chine, les mogrosides sont considérés comme une sorte d'édulcorant sûr, non toxique et naturel, qui est largement utilisé dans les industries alimentaires, des boissons et pharmaceutiques et a un grand potentiel commercial dans le monde entier27. En 2011, notre groupe a étudié la voie de biosynthèse du mogroside V et 40 gènes clés codant pour des enzymes ont été clonés pour la première fois28, ce qui a fourni des gènes donneurs pour la sélection des cultures afin d'améliorer la saveur sucrée. Selon la littérature, le précurseur de la biosynthèse du mogroside V, le 2,3-oxydosqualène, est largement présent dans les plantes29 (Fig. S1 supplémentaire). Par conséquent, il est d'une importance vitale que divers gènes de synthase de mogroside V soient transformés en plantes candidates pour développer des plantes sucrées, et ces plantes transgéniques peuvent également être utilisées comme matériaux prometteurs pour la production de mogroside V.

Au cours des 30 dernières années, de nombreuses plantes transgéniques pour lesquelles un seul trait a été génétiquement amélioré ont été appliquées pour promouvoir la culture commerciale dans certains pays et régions30. Avec le développement de l'ingénierie métabolique et de la biologie synthétique, la transformation multigénique a été appliquée pour réguler la biosynthèse et améliorer plusieurs propriétés biologiques au lieu de la transformation monogénique, qui est une tendance émergente dans la sélection génétique31. À ce jour, il y a eu de nombreuses percées dans les plantes génétiquement modifiées pour la biofortification des micronutriments, des phytonutriments et des composants bioactifs, tels que le riz doré enrichi en β-carotène32, la pomme de terre33, la banane34 et le canola35, l'anthocyanine-36, la L-DOPA-37, le folate38 et le flavonol-39, la bétalaïne voies de synthèse. Pour réaliser la synthèse de novo du mogroside V, le problème clé est l'intégration de 6 gènes de biosynthèse des mogrosides dans des plantes candidates. Nous avons donc développé un système d'expression multigène simple et efficace basé sur la technologie In-fusion et les peptides 2A auto-clivants. De plus, 6 gènes de la mogroside V synthase ont été introduits avec succès dans le concombre et la tomate, et tous les gènes avaient des niveaux de transcrit élevés dans les plantes transgéniques. En conséquence, nous avons développé une plante transgénique de concombre sucré avec du mogroside V et une tomate légèrement sucrée avec du mogroside III (MIII) dans un premier temps. Cette étude décrit une application prospective étendue dans le domaine de la sélection des saveurs de légumes et de fruits et fournit un plan précieux et captivant pour développer de manière élaborée des germoplasmes végétaux exceptionnels avec certaines saveurs caractéristiques et multiples.

Les promoteurs AtUBQ10 et AtPD7 ont été isolés d'Arabidopsis thaliana et ligaturés dans un vecteur pBI121 avec le gène rapporteur GUS (Fig. 1a). Pour évaluer l'adéquation des promoteurs, une expression transitoire a été réalisée dans les cotylédons de Cucumis sativus comme décrit précédemment41. Des feuilles de Nicotiana benthamiana et des cotylédons de Cucumis sativus ont été infectés avec Agrobacterium hébergeant pBI121 dans lequel le gène GUS était piloté par les promoteurs AtUBQ10, AtPD7 et CaMV 35S dans les mêmes conditions. Pour caractériser la fonction de ces promoteurs, une coloration histochimique a été réalisée comme décrit précédemment42. Comme prévu, il y avait un niveau élevé d'activité GUS sous le contrôle des promoteurs AtUBQ10 et AtPD7 chez Cucumis sativus et Nicotiana benthamiana (Fig. 1b, c), et le niveau d'expression le plus élevé a été détecté 5 jours après l'infiltration de Cucumis sativus. Par conséquent, la capacité des promoteurs AtUBQ10 et AtPD7 à piloter la transcription génique chez Cucumis sativus et Nicotiana benthamiana était comparable à celle du promoteur CaMV 35S, et il n'y avait pas de différence significative entre ces promoteurs (Fig. 1b et Fig. 1c). Ces promoteurs pourraient donc être utilisés en tant que promoteurs constitutifs puissants pour piloter l'expression génique dans le vecteur multigène.

a Plasmide recombinant avec différents promoteurs. b Dosage histochimique GUS de l'expression transitoire dans le concombre. c Le test histochimique GUS d'expression transitoire a été réalisé après 48 h d'infiltration dans le tabac. Les plantes WT ont été utilisées comme témoins négatifs. 35S pro : promoteur CaMV 35S ; AtUBQ10 pro : promoteur AtUBQ10 ; AtPD7 pro : promoteur AtPD7.

Il a été largement démontré que le précurseur de la biosynthèse des mogrosides est le 2,3-oxydosqualène, qui est synthétisé par la voie du mévalonate et catalysé par une série d'enzymes pour synthétiser le mogroside V dans Siraitia grosvenorii (Fig. S1 supplémentaire). Par conséquent, le plasmide binaire pCAMBIA1300 hébergeant les gènes codant pour les enzymes liés à la synthèse des mogrosides SgSQE1, SgCS, SgEPH2, SgP450, SgUGT269-1 et SgUGT289-3 ainsi que le gène de résistance Hyg (Hyg, marqueur de sélection) piloté par les promoteurs AtPD7, AtUBQ10 et CaMV 35S a été construit via la technologie In-fusion et l'auto-clivage 2A. peptides (Fig. S2a supplémentaire). Tout d'abord, tous les gènes cibles ont été ligaturés dans pBI121 ou pCAMBIA1300 pour produire la première cassette d'expression génique. Deuxièmement, la région hébergeant le promoteur, le gène cible et le terminateur a été clonée et ligaturée dans pCAMBIA1300 pour produire une cassette d'expression à double gène. Ensuite, en combinant la première cassette d'expression génique et la cassette d'expression double gène, nous avons construit une cassette d'expression triple gène. Enfin, les cassettes d'expression triple gène ont été ligaturées dans le vecteur final par des peptides P2A. (Fig. S2a supplémentaire). Le plasmide U22p-SCE correspondant a été identifié par PCR (Fig. S2b supplémentaire). Ce vecteur d'expression multigène était grand (la longueur du bord gauche au bord droit était d'environ 21, 5 kb) et a été utilisé pour synthétiser des mogrosides. Le plasmide U22p-SCE a été introduit dans Agrobacterium tumefaciens GV3101, et les transformants ont ensuite été utilisés pour la transformation génétique.

Pour confirmer davantage la disponibilité des vecteurs multigéniques, un test d'expression transitoire a été effectué chez Cucumis sativus. Tous les gènes liés à la biosynthèse des mogrosides ont été exprimés dans les cotylédons de Cucumis sativus par agroinfiltration. Conformément aux méthodes de notre étude préliminaire, nous avons prélevé les cotylédons de Cucumis sativus à 5 j et les cotylédons de feuilles de tabac à 48 h après infiltration pour analyse HPLC-ESI-MS/MS. Comme indiqué dans les figures supplémentaires S3a et S3b, MII-E et MIII se sont légèrement accumulés dans les cotylédons de Cucumis sativus transformés avec le vecteur d'expression multigène U22p-SCE, mais MI-A1 n'a pas été détecté. Malheureusement, aucun SI ou MV n'a été observé dans le test d'expression transitoire multiple. L'absence d'accumulation de SI et MV a suggéré au moins deux possibilités : (i) le test d'expression transitoire a généralement duré peu de temps, dans ce cas, l'accumulation de substrat MIII était inadéquate pour la production de SI et MV dans les cotylédons de (Cucumis sativus), et (ii) le vecteur d'expression multigénique était trop grand pour supprimer l'expression du gène, ce qui a entraîné la réduction de MII-E et MIII. Néanmoins, le test d'expression transitoire a confirmé que le vecteur d'expression multigène était disponible. Ainsi, la transformation stable des vecteurs d'expression multigéniques est nécessaire pour leur transformation génétique en Cucumis sativus et Lycopersicon esculentum, ce qui fournit une nouvelle idée sur la sélection végétale accumulant les mogrosides.

Pour améliorer les caractéristiques nutritionnelles du concombre, le vecteur d'expression multigénique U22p-SCE a été introduit dans la souche GV3101 d'Agrobacterium tumefaciens et la voie de biosynthèse des mogrosides a été génétiquement modifiée pour produire des mogrosides dans les plants de concombre. Environ 500 explants de feuilles de concombre ont été soumis à une transformation médiée par Agrobacterium avec le vecteur U22p-SCE. Parmi celles-ci, le nombre total de lignées résistantes à l'Hyg était d'environ 15, mais de nombreuses lignées résistantes à l'Hyg n'étaient pas capables de s'enraciner, de survivre et de pousser sur les semis. Finalement, seules 5 plantes transgéniques ont été cultivées en serre après domestication et transplantation. Toutes les plantes transgéniques et les plantes non transformées ont été cultivées en serre avec un environnement de croissance cohérent (Fig. 2a). Pour détecter l'intégration des transgènes dans le génome des plants de concombre (Fig. 2b), l'ADN génomique a été extrait pour déterminer la présence de gènes cibles et de gènes Hyg à l'aide d'amorces spécifiques aux gènes par PCR (tableau supplémentaire S4). Des fragments de la taille attendue ont été détectés dans toutes les lignées transgéniques résistantes à Hyg (Fig. 2c). Un fragment de 1587 pb de SgSQE1, un fragment de 2280 pb de SgCS, un fragment de 951 pb de SgEPH2, un fragment de 1421 pb de SgP450, un fragment de 1253 pb de SgUGT269-1, un fragment de 1026 pb de SgUGT289-3 et un fragment de 392 pb du gène de résistance Hyg ont été détectés simultanément dans une plante transgénique (U1 ) mais n'ont pas été amplifiés à partir de plants de concombre WT (Fig. 2c). D'autres plantes n'ont presque jamais existé, les six gènes utilisant l'amplification PCR. Les données de l'expérience de transformation du concombre ont été répertoriées dans le tableau supplémentaire S1. Au total, nous n'avons obtenu qu'une seule lignée de concombre transgénique indépendante après transformation avec le vecteur U22p-SCE. Bien que la fréquence de transformation ait été relativement faible dans cette étude, il s'agit de la première étude dans laquelle 6 gènes ont été transformés simultanément dans le génome du concombre, et une transformation à grand vecteur est imprévisible. Des études antérieures ont suggéré que l'efficacité de la transformation génétique du concombre est encore très variable et que les génotypes d'explants utilisables sont limités. Pour améliorer l'efficacité de la transformation avec un vecteur multigène dans un système médié par Agrobacterium, l'étape essentielle de la transformation génétique doit encore être optimisée, quelles sont les tâches clés et les cibles pour l'étape suivante. Nous avons en outre mesuré le niveau d'expression des transgènes via qRT-PCR (Fig. 2d). L'analyse quantitative par PCR en temps réel (qRT-PCR) a révélé que les niveaux de transcription SgSQE1, SgCS, SgEPH2, SgP450, SgUGT269-1 et SgUGT289-3 étaient nettement plus élevés dans les plantes WT. Dans cet essai, l'expression de 6 transgènes variait dans les feuilles et les fruits. Par exemple, dans les six transgènes, l'expression relativement plus faible de SgSQE a été détectée dans les feuilles et les fruits (Fig. 2d), qui était située dans la deuxième position du gène pour la construction de peptides 2A pilotée par le promoteur CaMV 35S (Fig. S2a supplémentaire). Le niveau d'expression génique entre la première et la deuxième position du gène était généralement affecté par l'utilisation de différents peptides 2A43. Dans l'ensemble, la détection par PCR et qRT-PCR a indiqué que les gènes structuraux impliqués dans la biosynthèse des mogrosides étaient exprimés dans les lignées transgéniques de concombre. Enfin, seule la plante transgénique U1 a été acquise en utilisant la transformation médiée par Agrobacterium.

a Transformation génétique du concombre avec Agrobacterium hébergeant le vecteur U22p-SCE. (1) Graines stérilisées. (2) semis de 4 jours. (3) Les cotylédons ont été coupés et utilisés comme explants. (4) Les explants dans le milieu sélectionné. (5) Les plantes régénérées dans le milieu d'enracinement. (6, 7) Plantes régénérées. b Feuilles et fruits de la lignée de concombre transgénique U1. c Détection basée sur PCR de U1. Les voies de gauche à droite représentent les fruits Maker, WT, U1 et U1. Une image du marqueur ADN (4,5 kb) se trouve dans le coin inférieur droit de la figure. d Analyse du niveau de transcription de la lignée de concombre transgénique U1 selon qRT-PCR. La Csactine est utilisée comme contrôle interne. L'expression des plants de concombre WT a été fixée à 1. Les données sont présentées sous forme de valeurs moyennes ± SD, n = 3 échantillons biologiquement indépendants.

Sur la base d'une analyse moléculaire, la composition et la teneur en mogrosides de la lignée de concombre transgénique ont été déterminées par HPLC-ESI-MS/MS. Les normes Mogrol, MI-A1, MII-E, MIII, SI et MV ont été détectées à des temps de rétention de 4, 01, 19, 38, 13, 88, 12, 03, 10, 14 et 0, 8, 37 min, respectivement (Fig. 3a et Fig. S4a supplémentaire). Comme le montrent la Fig. 3b et la Fig. S4b supplémentaire, le mogrol, le MIA-1, le MII-E, le MIII et le SI ont été détectés dans les fruits et les feuilles de concombre transgéniques, à l'exception du MV, qui n'a été trouvé que dans les fruits. MV accumulé à ~ 587 ng / g de poids frais (FW) dans les fruits, et le contenu des autres mogrosides est répertorié dans la Fig. 3b et la Fig. S4b supplémentaire. Les mogrosides n'ont pas été détectés dans les plants de concombre WT. De plus, les métabolites ont été identifiés plus en détail par UPLC-ESI-QTOF-MS/MS, et les chromatographes à ions totaux en mode négatif sont présentés à la Fig. 4. Selon le temps de rétention, le poids moléculaire réel et la spectrométrie de masse des normes, cinq mogrosides ont été observés dans les fruits U1 de concombre transgénique, notamment MI-A1, MII-E, MIII, SI et MV. Et [M + HCOO-H]- et [MH]- ont été couramment observés dans le spectre MS/MS en mode ion négatif. Le mode de fracture du MV était le suivant : les fragments caractéristiques ont facilement obtenu une molécule d'acide formique, ce qui a entraîné des ions produits à m/z 1331,5443 dans le spectre MS. Les ions déprotonés de [MH] - (m / z 1285,5507) ont été clairement observés dans le spectre MS / MS (Fig. S5a supplémentaire). De plus, SI a obtenu une molécule d'acide formique pour montrer [M + HCOO-H]- (m/z 1169,5096) et a généré un ion déprotoné [MH]- à m/z 1123,5330 (Fig. S5b supplémentaire). De même, sur la base des spectres MS / MS, les composés 3, 4 et 5 ont été identifiés comme MIII, MII-E et MI-A1 (Fig. S5c – e supplémentaire). Notamment, la présence de mogrosides a confirmé que l'expression simultanée des 6 gènes était réussie dans la lignée de concombre transgénique. Le concombre doux a été généré avec succès en reconstruisant la biosynthèse des mogrosides dans le concombre transgénique. Intéressant, dans le congé U1, la présence de mogrosides s'est également avérée être un grand potentiel pour la production de SI à partir de déchets agricoles. Dans notre étude, nous avons développé une stratégie de transformation multigène pratique et très efficace via la technologie In-fusion et les lieurs peptidiques 2A. Ces résultats indiquent que cette stratégie pourrait être appliquée au concombre et avoir des implications importantes pour le développement de légumes accumulant les mogrosides en premier lieu.

une analyse HPLC-ESI-MS/MS des mogrosides dans la lignée de concombre transgénique U1. Les flèches noires indiquent le pic des mogrosides. b Accumulation de mogrosides dans la lignée de concombre transgénique U1. nd, non détecté. Les données sont présentées sous forme de valeurs moyennes ± ET, n = 3 échantillons biologiquement indépendants.

MIA-1, MII-E, MIII, SI et MV représentaient respectivement le mogroside I-A1, le mogroside II-E, le mogroside III, le siamenoside I et le mogroside V.

De même, le vecteur multigène a été transformé en tomate Micro-Tom. Environ 500 explants ont été transformés dans le test et vingt lignées transgéniques de tomates résistantes à Hyg ont été générées par plusieurs méthodes de transformation. Parmi eux, seules quatre lignées avaient des gènes liés à la biosynthèse des mogrosides détectés par PCR avec des amorces spécifiques pour les gènes SgSQE1, SgCS, SgEPH2, SgP450, SgUGT269-1, SgUGT289-3 et Hyg. Des fragments de la taille attendue ont été obtenus à partir de l'ADN génomique de quatre lignées de tomates transgéniques candidates. Tous les gènes liés à la biosynthèse des mogrosides ont été amplifiés à partir de ces quatre lignées (S8, S10, S14 et S17) sur les vingt lignées transformées avec le vecteur U22p-SCE (Fig. 5a); aucun des gènes cibles n'a été observé dans les plantes WT (Fig. 5b). Autrement dit, ce vecteur multigène a été introduit avec succès dans le génome de la tomate. Pour confirmer davantage les lignées transgéniques, le niveau d'expression des gènes cibles a été examiné dans les lignées S8, S10, S14 et S17 via qPCR (Fig. 5c). Tous les gènes liés à la biosynthèse des mogrosides étaient surexprimés, bien qu'il y ait eu des niveaux d'expression relativement plus élevés de tous les gènes de la lignée S10 (Fig. 5c). Aucun transcrit des gènes cibles n'a été détecté dans les plants de tomates WT, ce qui indique que 6 gènes structuraux impliqués dans la biosynthèse des mogrosides étaient exprimés dans les fruits de tomates transgéniques. C'est-à-dire que la voie des mogrosides a d'abord été introduite avec succès dans les plants de tomates transgéniques.

a Plantes de type sauvage de tomate Micro-Tom (WT) et plantes de tomate transgéniques. b Analyse par PCR des fruits de tomates transgéniques. Les voies de gauche à droite représentent le Maker, WT, S8, S10, S14 et S17. Une image du marqueur ADN (4,5 kb) se trouve dans le coin inférieur droit de la figure. c Analyse du niveau d'expression relative de 6 gènes de biosynthèse des mogrosides dans des tomates transgéniques. La leactine est utilisée comme contrôle interne. L'expression des plants de tomates WT a été fixée à 1. Les données sont présentées sous forme de valeurs moyennes ± SD, n = 3 échantillons biologiquement indépendants.

La production de mogrosides dans les quatre fruits de tomates transgéniques a été mesurée par HPLC-ESI-MS/MS. Le chromatogramme ionique extrait (EIC) de la HPLC a suggéré qu'une petite quantité de MIII s'était accumulée dans la lignée de tomate transgénique S10 (Fig. 6a) et que les temps de rétention étaient cohérents avec ceux des normes de mogrosides. Aucun MIII n'a été détecté dans les plantes WT (Fig. 6a). La teneur en MIII était de 25,92 ng/g FW (Fig. 6b), et nous avons également trouvé une petite quantité de MI-A1 (5,65 ng/g), MII-E (2,33 ng/g), SI et MV. Cependant, la teneur en SI et MV est toujours inférieure à la limite de quantification (

une analyse HPLC-ESI-MS/MS des mogrosides dans les tomates transgéniques. b Accumulation de MIII dans des fruits de tomates transgéniques. Les flèches noires indiquent le pic des mogrosides. nd, non détecté. Les données sont présentées sous forme de valeurs moyennes ± ET, n = 3 échantillons biologiquement indépendants.

Le concombre est un légume généralement nutritif, mais il a un goût fade. Les composés polyphénoliques et les protéines salivaires confèrent aux concombres un goût astringent subtil, ce qui pousse certaines personnes à éviter de manger des concombres44,45. Pour améliorer la saveur du concombre, les gènes de biosynthèse de Siraitia grosvenorii mogrosides ont été transformés en plants de concombre, qui produisent un germoplasme avec le mogroside V. Et dans les fruits de la lignée de concombre transgénique U1, mogrol, MI-A, MII-E, MIII et SI ont été trouvés et le contenu était de 36,88, 58, 74,3, 615 et 113 ng/g FW, respectivement. Bien qu'il soit bien connu que les mogrosides IA-1, II-E sont des glycosides au goût amer, SI et MV sont extrêmement sucrés, MIII est insipide ou légèrement sucré, qui cultive les concombres pour avoir un goût sucré, mélanger des saveurs ou des goûts totalement nouveaux aux légumes communément connus. Et la teneur en MI-A et MII-E à saveur amère était présente à un niveau trop bas dans les fruits du concombre transgénique, et par conséquent la conséquence pour la saveur du concombre transgénique est relativement faible. De même, la transformation de la tomate a produit une petite quantité de mogroside III dans la tomate. La teneur en SI et MV est toujours inférieure à la limite de quantification (

Dans notre étude, les résultats d'observation morphologique des plants de tomates transgéniques ont révélé que des nanismes sérieux ont été observés dans les quatre lignées transgéniques de tomates indépendantes, mais aucun changement morphologique évident n'a été trouvé dans les plants de concombre transgéniques. Ce résultat suggère que les mogrosides peuvent affecter la croissance des plantes, ce qui peut produire des effets toxiques métaboliques sur les lignées de tomates transgéniques. L'explication possible de l'absence de nanisme dans le concombre est que le concombre et Siraitia grosvenorii sont des plantes cucurbitacées, et dans le concombre lui-même, il existe de nombreuses saponines triterpéniques de cucurbitane telles que la cucurbitacine B et la cucurbitacine C, et les mogrosides sont également des saponines triterpéniques, dans ce cas, il n'y a pas d'effet toxique sur les lignées de concombres transgéniques. De plus, selon les recherches précédentes, la plupart des études ont prouvé que l'ingénierie transgénique a provoqué une perturbation métabolique dans le métabolisme de la gibbérelline, ce qui conduit au nanisme dans les lignées de tomates transgéniques52,53. Et l'insertion de gènes transgéniques provoque souvent une mauvaise croissance, un nanisme sérieux dans les plantes transgéniques, par exemple, une étude précédente a montré que l'intégration de l'ADN-T dans le génome activera ou inactivera l'expression d'autres gènes non spécifiques, ce qui a provoqué des troubles physiologiques ou la résistance des plantes chez les plantes transgéniques54,55. Par conséquent, nous avons émis l'hypothèse que le nanisme de la tomate transgénique dans cette étude pourrait être corrélé aux changements dans le métabolisme de la gibbérelline, mais de plus amples informations seront introduites dans plusieurs expériences à venir.

La transformation multigénique peut être utilisée pour introduire des voies métaboliques complètes dans les plantes. Contrairement aux étapes fastidieuses et fastidieuses des méthodes conventionnelles de croisement, de retransformation et de co-transformation56,57, la transformation de vecteurs multigènes émergents et les transgènes polycistroniques présentent d'excellents avantages. En particulier, la transformation de vecteurs multiples permet l'assemblage de plusieurs cassettes d'expression génique dans une seule région d'ADN-T et l'intégration dans le génome du chromosome hôte57,58. À ce jour, il n'y a aucune preuve suggérant que le nombre maximum de transgènes puisse être introduit dans les plantes, et pourtant peu de recherches ont été menées sur 6 transformations transgéniques ou plus dans un seul vecteur. De plus, à mesure que le nombre de transgènes augmente, les vecteurs binaires instables peuvent induire une perte spontanée de gènes chez les plantes hétérologues59,60. Par conséquent, la conception schématique de l'assemblage de vecteurs multigéniques dans cette recherche était importante. Le système Transgene Stacking II (TGS II)61,62, le système de recombinaison Gateway63,64, l'assemblage Gibson65,66 et la technologie In-fusion67 ont été largement utilisés dans l'assemblage de vecteurs multigènes. Parmi ceux-ci, le système de recombinaison Gateway reste un défi en ce qui concerne l'assemblage de plus de cinq gènes en raison de difficultés opérationnelles. Sur cette base, TGS II a été récemment développé comme un système de vecteur multigène plus pratique et efficace qui peut être utilisé pour transformer 4 à 8 gènes en plantes hétérologues68. L'assemblage Gibson et la technologie In-fusion ont été largement utilisés pour fusionner simultanément plusieurs fragments d'ADN qui se chevauchent en une seule réaction. De plus, la taille maximale des vecteurs de la technologie In-fusion est de 46 kb. Par conséquent, la technologie In-fusion permet l'assemblage de plusieurs cassettes d'expression génique. Compte tenu des séquences répétitives dans un vecteur multigène, des peptides 2A auto-clivants (16 à 20 acides aminés) ont été introduits, ce qui conduit à des niveaux relativement élevés d'expression de protéines en aval par rapport à d'autres stratégies d'expression multi-gènes69,70,71. Cependant, l'efficacité de l'expression des protéines médiée par différentes séquences 2A. Dans cette étude, les niveaux de transcription SgSQE1, SgCS, SgEPH2, SgP450, SgUGT269-1 et SgUGT289-3 étaient différents dans les feuilles et les fruits de concombre transgéniques. Une raison possible est que la plupart des transgènes sont pilotés par un promoteur constitutif, le promoteur CaMV 35S, qui a montré des variations marquées de l'activité transcriptionnelle en fonction du type de tissu et d'organe72,73,74,75,76. Le promoteur CaMV 35S a conduit l'activité de la β‐glucuronidase (GUS) était plus élevée dans les racines et les bourgeons axillaires du bouleau que dans les autres organes du bouleau75. La protéine de fluorescence verte (GFP) pilotée par le promoteur CaMV 35S avait une activité plus élevée dans les tissus vasculaires des feuilles de tabac que les autres tissus74. Et les conditions physiologiques et le stress abiotique ont également affecté l'expression des transgènes cibles. Par conséquent, pour assurer une activité transgénique élevée et stable, une attention considérable doit être accordée à la construction du vecteur multigène et à la condition de croissance.

En résumé, une stratégie d'empilement de gènes basée sur la fusion pour l'empilement de transgènes a été développée, 6 gènes de biosynthèse de mogrosides ont été transférés dans du concombre et de la tomate, et du concombre sucré transgénique contenant du mogroside V et de la tomate légèrement sucrée contenant du mogroside III. Cette étude montre le grand potentiel d'amélioration génétique des plantes douces fraîches. Notre travail change fondamentalement le schéma traditionnel de l'élevage au goût sucré et offre un excellent mode de transformation des composants sucrés non sucrés et non protéiques au lieu d'augmenter la teneur en sucre des légumes frais. De plus, cette étude offre une possibilité de biosynthèse hétérologue des mogrosides.

Cucumis sativus (JinYan 4, ZY4) et Lycopersicon esculentum (Micro-Tom) ont été utilisés pour la transformation des plantes. Des expériences d'expression transitoire ont été réalisées dans Cucumis sativus ZY4 et le tabac. Les souches Escherichia coli DH5α et XL10-Gold (WeidiBio, Shanghai, Chine) ont été utilisées dans cette expérience, et la souche GV3101 d'Agrobacterium tumefaciens a été utilisée pour la transformation.

Des promoteurs appropriés sont cruciaux pour piloter l'expression de gènes cibles dans des vecteurs multigéniques. Les promoteurs de l'ubiquitine 10 AtUBQ10 et de la sérine carboxypeptidase AtSCPL30 (AtPD7, 456 pb) ont été clonés à partir d'Arabidopsis thaliana à l'aide de KOD One PCR Master Mix (TOYOBO CO., LTD., Japon). Les conditions de PCR étaient les suivantes : activation initiale à 98 °C pendant 5 min, suivie de 35 cycles à 98 °C pendant 10 s, température d'annelage -5 °C pendant 5 s et 68 °C pendant 10 s/kb, et une extension finale à 68 °C pendant 7 min. Pour construire les vecteurs AtUBQ10: β-glucuronidase (GUS) et AtPD7: GUS, chacun de ces promoteurs a été fusionné à un plasmide pBI121 au niveau des sites de restriction XbaI / BamHI (figure 1b). Les amorces ont été répertoriées dans le tableau supplémentaire S2. Les plasmides recombinants résultants ont été confirmés par séquençage. pBI121 dirigé par le promoteur du virus de la mosaïque du chou-fleur 35S (CaMV 35S) a été utilisé dans cette étude comme témoin positif. Tous les plasmides ont été transformés dans la souche GV3101 d'Agrobacterium tumefaciens et utilisés pour des essais transitoires sur Cucumis sativus et Nicotiana benthamiana.

L'ADNc des fruits de Siraitia grosvenorii a été utilisé pour amplifier les séquences codantes de SgSQE1 (squalène époxydase), SgCS (cucurbitadiénol synthase), SgEPH2 (époxyde hydrolases), SgP450 (cytochrome P450 monooxygénase), SgUGT269-1 et SgUGT289-3 (UDP-glucosyltransférases)29. Pour initier l'expression de tous les gènes, le promoteur CaMV 35S a été isolé du plasmide pBI121, et les promoteurs AtUBQ10 et AtPD7 ont été amplifiés à partir d'Arabidopsis thaliana en utilisant KOD One PCR master Mix. En termes de terminateurs transcriptionnels, les terminateurs de la nopaline synthase (NOS) ont été obtenus à partir de pBI121, et les terminateurs de la mannopine synthase (MAS) et les terminateurs de la protéine de choc thermique (HSP) 18.2 ont été synthétisés chimiquement par GENEWIZ (Suzhou, Chine).

Lors du premier cycle d'assemblage de gènes, chacun de ces gènes liés à la biosynthèse des mogrosides a été amplifié via Phanta Max Super-Fidelity DNA Polymerase (Vazyme Biotech Co., Ltd., Nanjing, Chine), puis SgCS, SgEPH2, SgP450 et SgUGT289-3 ont été ligaturés dans les sites BamHI et SacI du vecteur pBI121 à l'aide d'un kit de clonage en une étape ClonExpress II (Va zyme Biotech Co., Ltd., Nanjing, Chine). SgSQE1 fusionné avec le promoteur AtPD7 et le terminateur HSP, et SgUgt269-1 avec le promoteur AtUBQ10 et le terminateur MAS ont été insérés dans pBI121 au niveau des sites HindIII et EcoRI à l'aide d'un kit de clonage en une étape ClonExpress MultiS (Vazyme Biotech Co., Ltd., Nanjing, Chine), respectivement. PD7:SgSQE1:Thsp, 35S:SgCS:Tnos, 35S:SgEPH2:Tnos, 35S:SgP450:Tnos, 35S:SgUGT289-3:Tnos et UBQ10:SgUGT269-1:Tmas ont été générés. Lors du deuxième cycle d'assemblage de gènes, chacune des premières cassettes d'expression génique contenant le promoteur, le gène cible et le terminateur a été clonée via KOD One PCR Master Mix. PD7:SgSQE1:Thsp et 35S:SgCS:Tnos ont été insérés aux sites de restriction EcoRI/HindIII d'un plasmide binaire pCAMBIA1300 via un kit de clonage en une étape ClonExpress MultiS. De même, UBQ:SgUGT269-1:Tmas et 35S::SgUGT289-3:Tnos ont été ligaturés dans les mêmes sites de restriction du plasmide pCAMBIA1300, donnant une cassette d'expression à double gène. Dans le troisième cycle d'assemblage de gènes, les régions de PD7:SgSQE1:Thsp::35S:SgCS:Tnos et 35S:SgEPH2:Tnos ont été amplifiées par PCR et sous-clonées dans les sites UBQ10:SgUGT269-1:Tmas::35S:SgUGT289-3:Tnos EcoRI/HindIII d'un plasmide pCAMBIA1300. Ensuite, les séquences de UBQ10:SgUGT269-1:Tmas::35S:SgUGT289-3:Tnos et 35S:SgP450:Tnos ont été isolées et insérées dans le plasmide pCAMBIA1300, et des cassettes d'expression triple gène ont été construites. Par la suite, lors du dernier cycle d'assemblage de gènes, la séquence de 6,1 kb de UBQ10:SgUGT269-1:Tmas::35S:SgUGT289-3:Tnos::35S:SgP450 et SgSQE1:Thsp::35S:SgCS:Tnos::35S:SgEPH2:Tnos (6,5 kb) a été isolée des cassettes d'expression triple gène. . Pour le vecteur d'expression multigénique final, les fragments mentionnés ci-dessus ont été ligaturés avec un lieur peptidique 2A de teschovirus porcin (la séquence d'acides aminés est GSGATNFSLLKQAGDVEENPGP) (P2A) via un kit de clonage ClonExpress Ultra One Step (Vazyme Biotech Co., Ltd., Nanjing, Chine). Ce vecteur final a été appelé vecteur U22p-SCE dans cette étude (Fig. S2a supplémentaire). Toutes les amorces utilisées pour la construction de vecteurs multigéniques sont répertoriées dans le tableau supplémentaire S3.

Pour vérifier les vecteurs d'expression multigéniques et analyser l'activité du promoteur, un test d'expression transitoire a été effectué dans Cucumis sativus ZY4 et le tabac. Un vecteur d'expression multigénique a été transformé dans la souche GV3101 d'Agrobacterium tumefaciens par la méthode de congélation-décongélation. Les souches d'Agrobacterium transformées ont été cultivées à 28 °C dans du milieu LB additionné de rifampicine et de kanamycine jusqu'à ce que la DO600 des bactéries atteigne 0,6. Toutes les cultures ont été centrifugées à 5000 × g pendant 10 min, remises en suspension dans un tampon contenant 10 mM d'acide 2-(N-morpholino) éthanesulfonique (MES), 10 mM de MgSO4 et 200 μM d'acétosyringone (AS), puis incubées pendant 2 à 4 h à température ambiante. La suspension a été infectée via une seringue sans aiguille dans des cotylédons de plantes Cucumis sativus ZY4 âgées de 8 jours et des feuilles de Nicotiana benthamiana (témoin positif). Pour garantir l'exactitude, les procédures d'expression transitoire ont été répétées indépendamment dix fois.

Nicotiana benthamiana a été échantillonné à 48 h après l'infiltration, et les cotylédons de Cucumis sativus ZY4 ont été échantillonnés à 1, 3, 5 et 7 j pour des analyses de coloration histochimique GUS selon un protocole précédent42. Les images ont été prises avec un Canon EOS 80D. Les images ont été utilisées pour déterminer l'intensité de la coloration bleue. Cette expérience a été répétée dix fois indépendamment.

Les graines de la lignée Cucumis sativus ZY4 ont été trempées à 55 °C pendant 15 min, puis placées à température ambiante pendant 2 h. Les graines de concombre ont été stérilisées selon Trulson et al. avec une modification mineure77. Après trempage, les graines ont été stérilisées avec de l'alcool à 75% pendant 30 s, puis avec du NaClO à 3% pendant 15 min, puis lavées 5 fois avec de l'eau stérile et inoculées sur le Murashige et Skoog (MS) dans l'obscurité pendant 3 jours. Afin d'obtenir du concombre génétiquement modifié, nous avons utilisé les cotylédons de Cucumis sativus (concombre) âgé de 4 jours comme explants. Les cotylédons ont été coupés des semis et retirés du point de croissance. Les explants ont été placés sur le milieu de pré-culture, le milieu MS contenant 1 mg/L de 6-benzylaminopurine (6-BA), 0,5 mg/L d'acide abscissique (ABA) et 2 mg/L d'AgNO3 pendant 1 jour dans l'obscurité. Ensuite, les explants ont été infectés avec Agrobacterium hébergeant le vecteur d'expression multigénique pendant 30 min. et co-cultivé sur un milieu de co-culture (milieu MS avec 1 mg/L 6-BA, 0,5 mg/L ABA, 2 mg/L AgNO3 et 1,45 mg/L AS) pendant 2 jours dans l'obscurité à 25 °C. Après co-cultures, les explants ont été cultivés dans un milieu sélectif (milieu MS avec 1 mg/L 6-BA, 0,5 mg/L ABA, 2 mg/L AgNO3, 500 mg/L Cefotaxime sodium (Cef) et 5 ou 8 mg/L hygromycine (Hyg) sous 18 h de lumière/6 h d'obscurité). Hyg (5 mg/L) a été utilisé pour sélectionner les plantes transformées. Calli a poussé sur un milieu MS additionné d'Hyg (8 mg/L). Généralement, les pousses adventives issues des cals atteints étaient régénérées en explants verts et sains. Ensuite, des segments de 2 à 3 cm des régénérants ont été sélectionnés pour être cultivés dans un milieu d'enracinement additionné de 10 mg/L d'Hyg. Après 1 mois de culture, les plantules de concombre régénérées ont été excisées in vivo puis cultivées en serre (Fig. 2a). Après cela, les cals et les plantes de régénération ont été obtenus par repiquage en continu. Pour obtenir des lignées transgéniques, les plantes de régénération ont été cultivées sur des milieux d'enracinement (milieux MS avec 1 mg/L de Gibbérelline A3 (GA3), 400 mg/L de Cef). Les plantes régénérées ont été cultivées en serre à 28°C sous 18h/6h (lumière/obscurité).

La transformation génétique a été réalisée selon Sun et al. avec modifications78. Les graines de Micro-Tom ont été stérilisées dans de l'éthanol à 70 % pendant 30 s et dans du NaClO à 10 % pendant 10 min, rincées quatre fois avec de l'eau stérilisée et séchées sur du papier filtre stérilisé. Les graines ont germé dans le milieu MS. En utilisant les feuilles, les cotylédons et les hypocotyles de plantes Micro-Tom âgées de 10 jours comme explants, les feuilles et les cotylédons ont été coupés en morceaux d'environ 0,5 cm × 0,5 cm, les hypocotyles ont été coupés en segments d'environ 0,5 à 0,6 cm pour leur permettre d'adsorber la suspension bactérienne. Ils ont été pré-cultivés sur le milieu de pré-culture (milieu MS avec 1 mg/L de 6-BA et 0,2 mg/L de NAA) pendant 24 h. Après la pré-culture, les explants ont été incubés pendant 30 min avec Agrobacterium hébergeant le vecteur d'expression multigénique, puis transférés dans un milieu de co-culture (milieu MS contenant 1 mg/L de 6-BA, 0,2 mg/L de NAA et 0,1 mM d'AS) pendant 2 jours. Ensuite, les explants ont été transférés dans des milieux de sélection (2,0 mg/L de zéatine (ZT), 0,2 mg/L d'acide indole-acétique (IAA), 10 mg/L d'Hyg et 500 mg/L de carbénicilline). Ensuite, les bourgeons ont été transférés dans un milieu d'élongation (1,0 mg/L ZT, 0,05 mg/L IAA, 500 mg/L Cef, 10 mg/L Hyg et 500 mg/L carbénicilline), et les pousses régénérées ont pu pousser jusqu'à une longueur de 1 cm. Les pousses ont ensuite été transférées dans un milieu de culture d'enracinement constitué d'un milieu MS de force 1/2 avec 0,1 mg/L d'IAA, 2 mg/L d'Hyg, 500 mg/L de Cef et 500 mg/L de carbénicilline.

L'ADN génomique a été obtenu à partir des lignées transgéniques à l'aide d'un kit d'ADN génomique végétal (Tiangen Biotech Co., Ltd., Pékin). Une PCR génomique avec KOD One PCR Master Mix a été réalisée pour vérifier les plantes transgéniques. De plus, la PCR génomique a été utilisée pour détecter les lignées transgéniques obtenues par criblage de résistance Hyg. L'ADN génomique végétal de type sauvage (WT) a été utilisé comme contrôle négatif. Toutes les amorces utilisées pour la détection par PCR sont présentées dans le tableau supplémentaire S4.

L'ARN total a été isolé des feuilles des plantes transgéniques via un kit d'extraction d'ARN CWBIO (CWBIO. Co., Ltd., Pékin, Chine), et 1 μg d'ARN total a été utilisé pour inverser la transcription de l'ADNc via TransScript® One-Step gDNA Removal and cDNA Synthesis SuperMix (Transgen, Pékin, Chine). Pour la PCR quantitative en temps réel (qRT-PCR), PerfectStartTM Green qPCR SuperMix (Transgen, Pékin, Chine) en conjonction avec un système en temps réel ABI CFX96TM (USA) a été utilisé pour quantifier les niveaux d'expression conformément aux instructions des fabricants. Le cycle thermique était le suivant : (1) 95 °C pendant 30 s ; (2) 40 cycles de dénaturation de 3 s à 95 °C, recuit de 10 s à 55 °C ; (3) courbe de dissociation consistant en 15 s d'incubation à 95 °C, 60 s d'incubation à 60 °C, une rampe jusqu'à 95 °C. Les niveaux de transcription du gène ont été quantifiés avec précision pour l'expression du gène cible avec la méthode 2-ΔΔCT, et la Csactine et la Leactine ont été utilisées comme contrôle interne. Cette expérience a été menée pour plusieurs répétitions techniques. Toutes les amorces utilisées pour la qRT-PCR sont répertoriées dans le tableau supplémentaire S5.

Tous les échantillons ont été broyés dans de l'azote liquide (concombre, 10 g et tomate, 4 g), homogénéisés dans 10 ml et 4 ml d'une solution de méthanol à 80 %, respectivement. Ensuite, une extraction assistée par bain-marie à ultrasons a été réalisée à température ambiante à 40 kHz pendant 1 h, et centrifugée à 5000 × g pendant 20 min. Ensuite, le surnageant a été récupéré et filtré à l'aide d'un filtre Millipore 0,22 µM.

Pour l'analyse quantitative des teneurs en mogrosides et en mogrol, un système AB SCIEX QTRAP 4500 LC-MS/MS (AB SCIEX, Toronto, Canada) et un système Agilent Technologies 1260 Series LC (Agilent, USA) équipé d'une colonne Agilent Poroshell 120 SB C18 (100 mm × 2,1 mm, 2,7 µm) ont été utilisés. La phase mobile consistait en (A) de l'eau (dont 0,1 % d'acide formique) et (B) de l'acétonitrile (dont 0,1 % d'acide formique) avec un gradient d'élution. Les conditions HPLC pour les mogrosides étaient les suivantes : 0 min, 20 % B ; 3 à 5 min, 23 % B ; 18 min, 40 % B ; et 18.01–20.10 min, 20 % B. Le débit était de 0,25 mL/min. Pour le mogrol, les conditions HPLC étaient les suivantes : 0 min, 20 % B ; 0,5 min 30 % B ; 2–4 min, 88 % B ; et 5,50 à 8,00 min, 20 % B. Les paramètres HPLC-ESI-MS/MS sont répertoriés dans le tableau 1, et l'ionisation par électrospray (ESI) avec balayage de surveillance de réaction multiple (MRM) a été utilisée dans cette étude. Chaque expérience a été réalisée trois fois. Les deux méthodes ci-dessus ont été développées pour l'analyse quantitative dans nos travaux précédents, et elles conviennent à la quantification précise des composants cibles dans cette étude. Les analyses quantitatives ont été réalisées au moyen d'une méthode standard externe79,80.

Tous les standards, y compris le mogroside I-A1 (MI-A1), le mogroside II-E (MII-E), le mogroside III (MIII), le siamenoside I (SI), le mogroside V (MV) et le mogrol ont été achetés auprès de Chengdu Must Bio-Technology Co., Ltd. (Sichuan, Chine) et dissous dans le méthanol.

Pour identifier les métabolites dans les plantes transgéniques, ils ont été analysés par un système UPLC-ESI-QTOF-MS/MS (Waters Corp.) avec ionisation électrospray négative (ESI). Les conditions MS étaient en mode continu MSE, avec une plage de balayage de m/z de 100 à 1500. La tension de collision était de 2,5 KV. La tension du cône d'échantillonnage et la tension de l'extracteur étaient respectivement de 40 KV et 4 KV. La température de la source et la température de désolvatation étaient respectivement de 100 °C et 250 °C. Le débit de gaz conique était de 50 L/h et le débit de gaz de désolvatation était de 600 L/h ; L'énergie de collision a été augmentée de 15 à 45 eV pour la collecte de données MS/MS. Le logiciel Masslynx 4.1 a été utilisé pour l'acquisition et le traitement des données.

Les données d'analyse quantitative en temps réel sont présentées sous forme de moyenne ± SEM d'au moins trois expériences indépendantes dans l'article. Sauf indication contraire, tous les échantillons ont été obtenus au hasard et tous les échantillons ou expériences indépendants ont été répétés plus de trois fois. Les valeurs moyennes et les écarts types ont été calculés à l'aide du programme de statistiques SPSS 16.0 (IBM Co., Armonk, New York, États-Unis). Toutes les parcelles ont été obtenues à l'aide d'Origin 2019b (OriginLab Co., Northampton, MA, USA).

De plus amples informations sur la conception de la recherche sont disponibles dans le résumé des rapports sur le portefeuille Nature lié à cet article.

Les images de transfert non traitées sont présentées dans la Fig. S7 supplémentaire. Les données sources pour les figures sont disponibles dans les données supplémentaires 1. Ce plasmide Up-SCE est disponible via le catalogue Addgene # 197269. Toutes les autres données pertinentes sont disponibles auprès de l'auteur correspondant sur demande raisonnable.

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Ce travail a été soutenu financièrement par la National Natural Science Foundation of China (U20A2004; 81973413; 82104548), le CAMS Innovation Fund for Medical Sciences (CIFMS) (2019-1007-15; 2021-I2M-1-071) et le projet majeur de science et technologie du Guangxi (GuiKeAA19254025).

Jingjing Liao

Adresse actuelle : The Artemisinin Research Center, Institute of Chinese Materia Medica, China Academy of Chinese Medical Sciences, Beijing, 100700, Chine

Institute of Medicinal Plant Development, Chinese Academy of Medical Sciences & Peking Union Medical College, Beijing, 100193, Chine

Jingjing Liao, Lei Xie, Jing Qiao, Shengrong Cui, Xunli Jia, Zuliang Luo et Xiaojun Ma

Collège d'horticulture, Université agricole de Shenyang, Shenyang, 110866, Chine

Tingyao Liu

Laboratoire d'amélioration génétique des cultures et de biotechnologie du Guangxi, Académie des sciences agricoles du Guangxi, Nanning, 530007, Chine

Changming Mo

Guangxi Key Laboratory of Plant Functional Phytochemicals and Sustainable Utilization, Guangxi Institute of Botany, Guangxi Zhuang Autonomous Region and Chinese Academy of Sciences, Guilin, 541006, Chine

Xiyang Huang

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JL, XM et JQ ont conçu cette étude. JL, TL et LX ont construit un vecteur multigène. JL, CM et XH ont effectué le test de transformation des plantes. SC, JL et XJ ont effectué la détection PCR et l'analyse qRT-PCR. ZL a détecté les composants mogrosides dans les plantes transgéniques. XM a supervisé le projet. JL a rédigé le manuscrit. XM, ZL et TL ont révisé le manuscrit.

Correspondance à Zuliang Luo ou Xiaojun Ma.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Communications Biology remercie Oswaldo Hernandez-Hernandez, Ana Munoz et Yoshihiko Nanasato pour leur contribution à l'examen par les pairs de ce travail. Rédacteurs en chef de la manipulation principale : Leena Tripathi et Joao Valente. Les rapports des pairs examinateurs sont disponibles.

Note de l'éditeur Springer Nature reste neutre en ce qui concerne les revendications juridictionnelles dans les cartes publiées et les affiliations institutionnelles.

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Réimpressions et autorisations

Liao, J., Liu, T., Xie, L. et al. Biosynthèse de mogrosides hétérologues chez le concombre et la tomate par manipulation génétique. Commun Biol 6, 191 (2023). https://doi.org/10.1038/s42003-023-04553-3

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Reçu : 22 mai 2022

Accepté : 03 février 2023

Publié: 17 février 2023

DOI : https://doi.org/10.1038/s42003-023-04553-3

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